INTRODUCCIÓN

La fenología es el estudio de los eventos periódicos naturales involucrados en la vida de las plantas y comprende el desarrollo, la diferenciación e iniciación de órganos o estructuras; trata de fenómenos biológicos vinculados a ritmos periódicos como brotación, floración, fructificación, entre otros, relacionados con el ambiente donde ocurren (Schwartz, 1999).Es una disciplina fenomenológica; es decir, fundamentalmente descriptiva y de observación, que requiere método y precisión en el trabajo de campo (De Cara-García, Ruiz López, & Mestre Barceló, 2008).

Las investigaciones fenológicas se centran en la observación de cambio en la morfología de la planta, con aparición, transformación o desaparición relativamente rápida de determinados órganos o distintos acontecimientos, que se denominan fenómenos fenológicos (Hack et al., 1992; Schwartz,1999).

Los eventos fenológicos son conocidos como fenofases, en ellos se pueden distinguir dos categorías para las fenofases del ciclo de vida de las plantas: las vegetativas y las reproductivas. Las primeras incluyen básicamente la producción de hojas nuevas y la abscisión de hojas ‒en ocasiones, ambas fenofases se agrupan bajo el término foliación‒. Las fenofases reproductivas son floración y fructificación. Generalmente la descripción de las fenofases reconoce etapas de desarrollo, por ejemplo, las que corresponden al crecimiento de las yemas foliares, laexpansión de la lámina, la senescencia de hojas o flores yla maduración de frutos (Williams-Linera & Meave, 2002).

En agricultura, botánica aplicada, agroquímica y meteorología agrícola se usan los diferentes estados de desarrollo de las plantas con diferentes fines. La relación entre estas disciplinas, así como el trabajo para proyectos internacionales, hacen necesario el uso de un método común de observación. El código BBCH fue elaborado en Alemania, con esta publicación diferentes especialistas lograron describir de manera sistematizada la fenología de varios cultivos, sin incluir la moringa. El uso de esta escala se está generalizando para el estudio de la fenología y sus aplicaciones a la agricultura y a la climatología (De Cara García et al., 2008).

El código categoriza la escala en estadios principales‒brotación, foliación, fructificación, maduración, caída de la hoja‒que identifican tiempos amplios en el curso del desarrollo de las plantas y estadios secundarios, para describir con precisión fases cortas del desarrollo de las plantas. El código de la escala Biologische Bundesanstalt Bundessortenamt and Chemical Industry ‒BBCH‒fundamenta la descripción de un estadio fenológico en las características observables en una planta individual. Si la escala se utiliza para describir el estado de desarrollo de una población de plantas se deben encontrar en un cierto estadio al menos 50% de los individuos (Meier, 2001).

El conocimiento de la fenología de cualquier cultivo permite establecer modelos de crecimiento y desarrollo de la especie cultivada; además de ser útil para apoyar la toma de decisiones a nivel de sistemas de producción (Ramírez, 2014), siendo importante para la apropiada planeación y manejo de prácticas agrícolas como fertilización, control de enfermedades, insectos y arvenses, entre otras (Arcila et al., 2002).

Moringa oleifera Lam. es un cultivo tropical de origen asiático, distinguido principalmente por producir semillas, con alto contenido de aceite y follaje de excelente calidad nutricional(Garavito, 2008; Pérez, Sánchez, Armengol, & Reyes, 2010),cualidades que le permiten ser clasificado por la FAO y la OMS como "el alimento de primer orden en el mundo y el descubrimiento del siglo" (Balanzino, 2018).Presenta potencialidades como suplemento alimenticio para la ganadería bovina, así como en dietas para cerdos, conejos, peces y aves(García et al., 2009).Sin embargo, el limitado conocimiento sobre aspectos fenológicos del cultivo ha restringido el establecimiento y manejo de plantaciones a escala comercial con el propósito de utilizarlas en la alimentación animal.

La presente investigación tuvo por objetivo describir las fases fenológicas del cultivo de la moringadurante la etapa de vivero en condiciones de casas de cultivo.

MATERIALES Y MÉTODOS

El ensayo experimental se condujo en casa de cultivo del posgrado en Agricultura Tropical, Universidad de Oriente, Núcleo Monagas campus Juanico (figura 1), ubicada entre las coordenadas de 9º 45' LN y 63º 11' de LW, con altitud de 65 m (Climate-data.org, 2020). Esta infraestructura de investigación pertenece al Departamento de Ingeniería Agronómica de la Escuela de Ciencias del Agro y del Ambiente.

Para la instalación del ensayo fueron habilitadas 552 bolsas de vivero de 2 kg de capacidad. Los envases plásticos fueron colmados manualmente con sustrato preparado a base de suelo areno francoso (aF) y estiércol bovino, en una relación 7:3 (v/v), ambos materiales provenientes de la finca "La Campiña", ubicada en la parroquia San Simón, municipio Maturín. Previo al mezclado cada material de forma aislada fue secado bajo techo y pasado por tamiz de 5 mm.

La caracterización física y química del sustrato empleado se realizó en el Laboratorio de Suelos del Posgrado de Agricultura Tropical, correspondió a las siguientes características: densidad aparente: 1,71 mg/m³;porosidad total: 45,11%; microporosidad: 41,08%; macroporosidad: 4,03%; pH (1:2,5): 6,43; conductividad eléctrica: 0,0053 mS/cm; materia orgánica: 22,18% y fósforo: 78,8 p. p. m.

Se utilizó semilla de moringa procedente de la Tomatera de Caicara de Maturín, estado Monagas. La desinfección de las semillas se realizó con solución de hipoclorito de sodio. Para su preparación se empleó10 ml del cloro comercial Mas®, con 3,5% de hipoclorito de sodio y 990 ml de aguay triple enjuague en agua corriente(figura 2); adicionalmente se mantuvo la semilla en inmersión en agua corriente durante 24 h previo a la siembra. Posteriormente se sembraron dos semillas por bolsa a 2 cm de profundidad. De modo previo a la siembra el sustrato fue saturado con agua corriente y de allí en adelante se aplicó riego interdiario.

Las bolsas fueron distribuidas en 44 filas de12 unidades cada una, de las cuales 42 filas centrales fueron consideradas útiles para el estudio; las filas fueron numeradas de forma continua ‒del 01 al 42‒y seleccionadas de manera aleatoria para el muestreo destructivo de una fila por día. En el procedimiento de muestreo se extrajo el contenido de cada bolsa para detallar mediante memoria fotográfica los cambios progresivos evidenciados por la semilla y por plántula, con mediciones complementarias de longitud y diámetro a tejidos aéreos ‒tallo y hoja‒y a la radícula. Los 42 días de observación incluyeron los periodos de germinación y formación de hojas del cultivo en vivero.

A partir de los cambios observados se establecieron las fenofases del cultivo, teniendo como referenciala escala BBCH elaborada por Meier (2001) con énfasis en los estadios fenológicos:

0:Germinación (Fenofases 00 a 09)

1:Desarrollo de hojas (Fenofases 10 a 17)

La información cualitativa obtenida en la descripción de cada evento morfológico y las variables biométricas LR: Longitud de radícula; ALC: Altura a la curvatura del hipocótilo; ALH: Altura hipocótilo; DBH: Diámetro basal hipocótilo; DMR: Diámetro mayor radícula; LMHC: Longitud máxima hojas cotiledonares; LMPPHV: Longitud máxima primer par de hojas verdaderas; LMSPHV: Longitud máxima segundo par de hojas verdaderas; LMTPHV: Longitud máxima tercer par de hojas verdaderas; LMCPHV: Longitud máxima cuarto par de hojas verdaderas; LMQPHV: Longitud máxima quinto par de hojas verdaderas; LMSXPHV: Longitud máxima sexto par de hojas verdaderas; LMSPPHV: Longitud máxima séptimo par de hojas verdaderas, expresadas mediante promedios y desviación estándar, fueron organizadas y presentadas a través de diagramas progresivos con tiempos representados en días después de la siembra (Dds).

Los ajustes por regresión para las variables longitud y diámetro de tejidos aéreos ‒tallo y hojas‒y de la radícula, en función de las fenofases respectivas,fueron realizados mediante el programa INFOSTAT Versión 2020.

RESULTADOS

Descripción de las fases fenológicas del cultivo de la moringa en condiciones de vivero Etapa de germinación. La etapa de germinación en moringa incluyó seis fenofases (figura 3):

Fase 00:Semilla seca, hasta dos días antes de la siembra. Esta fase fue interrumpida por el manejo de la semilla, relacionado con la desinfección en agua clorada y la inmersión por 24 hen agua corriente,el día anterior a la siembra.

Fases 05y 06:Emisión de radícula y formación de pelos radiculares, ocurrieron cuatro días después de la siembra (dds).La radícula presentó longitud de 1,35 cm ± 0,21.

Fase 07:Formación del hipocótilo, ocurre al quinto día después del soterro de la semilla. El hipocótilo presenta disposición en curvatura, con altura de 0,88 cm ± 0,38 y puede ser ligeramente observado en la superficie del sustrato. Por elongación radicular, la raíz alcanza la longitud de 3,56 cm ± 1,26, con formaciónde escasas raíces secundarias ‒tres o menos‒.

Fases 08 y 09:Crecimiento y emergencia del hipocótilo, ocurren entre los cinco y seis dds. El hipocótilo erguido alcanza altura de 3,33 cm ± 0,56 y diámetro basal de 2,28 mm ± 0,17, fácilmente observado sobre la superficie del sustrato. Los primordios foliares cotiledonares presentan estructura en forma de "pincel o brocha". Prosigue la elongación radicular hasta alcanzar 6,80 cm ± 1,12, en esta oportunidad, con abundantes raíces secundarias ‒ocho o más‒.

Etapa de desarrollo foliar. La etapa de desarrollo de hojas en plántulas de moringa involucró ocho fenofases(figuras 4 y 5):

Fase 10: Apertura inicial y total de hojas cotiledonares, ocurre entre los siete y ocho dds, respectivamente. Entre la apertura parcial y total de las hojas cotiledonares, la plántula pasa de 4,30 cm ± 0,61 a 9,20 cm ± 1,18 de altura, y el diámetro basal del tallo aumenta de 2,07 mm ± 0,32 a 2,42 mm ± 0,33. Reporta una Longitud máxima de hoja cotiledonar (LMHC) de 4,20 cm ± 0,51. Entre los cambios morfológicos observados destacan: Hipocótilo en transición de color rosáceo a verde, y yema apical con formación de un nuevo par de hojas. Aparición de dos escamas laterales en la base del hipocótilo de color amarillo o verde intenso; se mantiene la conexión con la almendra seminal. En este momento la plántula presenta proporcionalidad equilibrada entre la parte aérea y laparte radicular. Raíces secundarias abundantes ‒diez o más‒, alargadas y engrosadas.

Fase 11:Desarrollo del primer par de hojas verdaderas, a los 10 dds. La plántula alcanza 12,16 cm ± 2,16 de altura y 2,57 mm ± 0,38 de diámetro basal. La LMHC es de 7,24 cm ± 1,02 y la longitud máxima del primer par de hojas verdaderas (LMPPHV) es de 2,98 cm ± 1,26. Morfológicamente se observa: yema apical formando segundo par de hojas; mayor rigidez del hipocótilo. Presencia de brotes basales a nivel de cuello, de color amarillo o verde intenso, poco desarrollado. Pelos radiculares abundantes y tan elongados como el eje central; la radícula toma ligera forma de zanahoria.La plántula presenta mayor longitud de la parte aérea respecto a la raíz.

Fase 12:Desarrollo del segundo par de hojas verdaderas, observadas a los 13 dds; la altura y diámetro basal del tallo son referidas dimensiones de 20,17 cm ± 2,57 y 2,91 mm ± 0,30, respectivamente. La LMHC es de 8,59 cm ± 1,35; LMPPHV de 8,5 cm ± 1,43 y Longitud máxima del segundopar de hojas verdaderas (LMSPHV) es de 4,15 cm ± 0,78. En la morfología los cambios visibles son: Activación de yemas axilares de las hojas cotiledonares; algunas yemas basales del tallo alargadas de 0.4 cm. Continúa la elongación aérea; sin embargo, inicia el engrosamiento de la raíz.

Fase 13:Desarrollo del tercer par de hojas verdaderas, ocurrió a los 18 dds; la incorporación del tercer par de hojas verdaderas permite a la plántula reportar altura de 33,37 cm ± 2,86 y diámetro basal de tallo de 3,11 mm ± 0,11.Las longitudes foliares son LMHC= 9,32 cm ± 0,82; LMPPHV= 11,37 cm ± 1,09; LMSPHV= 12,93 cm ± 1,31 y Longitud máxima del tercer par de hojas verdaderas (LMTPHV)= 3,97 cm ± 1,74. En esta fase las variaciones morfológicas observadas: Las hojas internamente empiezan a ser más ramificadas, aparecen grupos de tríos de tres foliolos por hoja. Se mantiene el epicarpio aunque conectado frágilmente a la plántula. Engrosamiento de la raíz con observación de ejes longitudinales de inserción de pelos radiculares ‒distinción clara‒.

Fase 14:Desarrollo del cuarto par de hojas verdaderas, a los 23 dds; El cuarto par de hojas verdaderas genera en la plántula una altura de 40,93 cm ± 15,97 y diámetro basal de 4,30 mm ± 0,52. La LMHC, LMPPHV,LMSPHV,LMTPHV y longitud máxima del cuarto par de hojas verdaderas(LMCPHV) fueron 9,48 cm ± 0,95; 11,8 cm ± 1,61;15,69 cm ± 1,56;15,62 cm ± 1,38y 3,34 cm ± 3,22, respectivamente. Morfológicamente, ocurre el desprendimiento de la almendra seminal.

Fase 15:Desarrollo del quinto par de hojas verdaderas a los 31 dds; con el quinto par de hojas verdaderas, la plántula de moringa presenta altura de 61,18 cm ± 5,66 y diámetro basal de tallo de 4,80 mm ± 0,57. Las hojas en esta fase reportan longitudes de 9,72 cm ± 0,54 (LMHC); 10,93 cm ± 1,23 (LMPPHV); 14,66 cm ± 1,46 (LMSPHV); 17,45 cm ± 2,43 (LMTPHV); 18,76 cm ± 6,39 (LMCPHV) y 5,23 cm ± 0,40 (Longitud máxima del quinto par de hojas verdaderas ‒LMQPHV‒). Entre los cambios morfológicos evidenciados ocurre el amarillamiento de las hojas cotiledonares y cambios en el aspecto de la corteza del tallo, 7 que adopta apariencia semileñosa, con estrías blanquecinas perfectamente diferenciadas.

Fase 16:Desarrollo del sexto par de hojas verdaderas, ocurrida a los 35 dds para el sexto par de hojas verdaderas ya la planta alcanza los 76,2 cm ± 9,19 de altura y 7,1 mm ± 0,07 de diámetro basal de tallo; Las hojas reportan LMHC= 6,65 cm ± 3,75; LMPPHV= 10,2 cm ± 2,54; LMSPHV= 17 cm ± 0,85; LMTPHV= 21,3 cm ± 1,13; LMCPHV= 26,2 cm ± 0,14; LMQPHV= 28,6 cm ± 0,85 y Longitud máxima del sexto par de hojas verdaderas (LMSXPHV)= 4,4 cm ± 3,68. En esta fase inicia el desprendimiento parcial de las hojas cotiledonares con engrosamiento de ramificaciones de la raíz en sus cuatro ejes laterales.

Fase 17:Desarrollo del séptimo par de hojas verdaderas observada a los 39 dds (tablas 2, 3 y 4).Al formarse el séptimo par de hojas verdaderas se reportan valores de 84,88 cm ± 10,37 de altura y 8,75 mm ± 0,89 de diámetro basal del tallo. En esta fase, los valores de longitud de la hoja fueron, LMHC= 8,8 cm ± 2,07; LMPPHV= 11,46 cm ± 1,36; LMSPHV= 18,06 cm ± 2,03; LMTPHV= 23,82 cm ± 2,36; LMCPHV= 29,3 cm ± 4,34; LMQPHV= 33,4 cm ± 2,41; LMSXPHV= 20,34 cm ± 6,79 y Longitud máxima del séptimo par de hojas verdaderas (LMSPPHV)= 1,32 cm ± 0,89. En cambios morfológicos en esta fase ocurre el desprendimiento total de las hojas cotiledonares.

La variable altura del tallo hasta las hojas cotiledonares presentó poca modificación durante esta etapa vegetativa, con incremento absoluto muy leve, de 8,47 cm ± 1,20 a 10,16 cm ± 1,21 a los 8 y 39 dds, respectivamente.

Los cambios morfométricos observados en esta etapa vegetativa específicamente para la región radicular de la plántulainciden en la elongación de la raíz y se agrega el engrosamiento progresivo del nabo principal (figuras 4 y 5). Los valores de longitud de raíz van desde 7,72 cm ± 0,29 a 10,42 cm ± 2,48; 9,76 cm ± 1,03; 13,28 cm ± 2,74; 16,32 cm ± 4,11;18,5 cm ± 3,24; 19,17 cm ± 3,56; 28,7 cm ± 10,89; hasta 24,9 cm ± 7,45, a los 7; 8; 10; 13; 18; 23; 31; 35 y 39 dds, respectivamente. Para representar el engrosamiento de la raíz, el diámetro máximo del nabo principal varió desde 1,90 mm ± 0,43; 3,33 mm ± 0,17; 3,44 mm ± 0,93;5,25 mm ± 0,64; 7,78 mm ± 0,51;9,72 mm ± 1,48; 11,9 mm ± 1,71 y hasta 13,87 mm ± 1,41; a los 8; 10; 13; 18; 23; 31; 35; y 39 dds, respectivamente.

Durante estas fases la plántula aumenta el número de foliolos por hoja, con generación secuencial de tríos compuestos; además la plántula mantiene el engrosamiento progresivo de la raíz y sus ramificaciones (figuras 4 y 5).

Tasas de crecimiento en vivero

Durante la etapa de desarrollo foliar, entre las fenofases 13 y 17, el crecimiento del tallo y de la radícula, en longitud y diámetro, presentó en todas las condiciones ajustes de regresión lineal ascendente (figura6). El crecimiento en longitud resultó ser más acelerado en la parte aérea, en comparación con la parte radicular de la plántula, con elevada tasa incremental en tallo ‒13,829‒y menor magnitud de incremento en la radícula ‒2,736‒(figura 6). Por otra parte, el crecimiento en diámetro se comportó de manera inversa, siendo la radícula la que presentó mayor tasa de incremento en diámetro en comparación con el tallo, con valores de 2,136 y 1,408, respectivamente (figura 6).

En cuanto al crecimiento en longitud de las hojas, se observó quelas hojas cotiledonares y el primer par de hojas verdaderas no presentaron variación significativa de la longitud durante las fenofases proyectadas, mientras que el segundo y tercer par de hojas mostraron ajuste de regresión lineal ascendente, con tasas de crecimiento de 0,945 y 2,845, respectivamente. El cuarto par de hojas presentó ajuste de regresión cuadrático y describe una curva convexa ascendenteque inicia con crecimiento acelerado (Fenofases 14 –16) y progresivamente tiende a estabilizarse (Fenofases 16-17) (figura 7).

DISCUSIÓN

Descripción de las fases fenológicas del cultivo de la moringa en condiciones de vivero

Etapa de germinación. Similar a lo observado en moringa, estas fenofases germinativas ocurren de manera homóloga en otros rubros comerciales comúnmente manejados ‒girasol (Helianthus annuusL.), café (Coffea arabicaL.), soya (Glycine maxL. Merr.), zanahoria (Daucus carotaL.), pepino (Cucumis sativusL.), ají dulce (Capsicum frutescensL.) y caraota (Phaseolus vulgarisL.) ‒, referenciados por Meier (2001) en la escala BBCH, aunque con notables diferencias entre especies en la duración (días) de la etapa germinativa. Algunas especies, entre ellas moringa, requieren periodos cortos, entre 4 a 10 dds para germinar y emerger del sustrato, donde se incluyen girasol, soya, pepino, ají dulce y caraota (Dos Santos et al., 2017; Marcano et al., 2012; Morales-Santos, Peña-Valdivia, García-Esteva, Aguilar-Benítez, & Kohashi-Shibata, 2017; Mundarain, Coa, & Cañizares, 2005; Rosas &Young, 1991). En cambio, cultivos como zanahoria requieren periodos germinativos intermedios, entre 10 a 20 dds (Lardizábal & Theodoracopoulos, 2007),mientras que cultivos como café cursan periodos de germinación más prolongados, comprendidos entre 50 a 70 dds (Silva-Acuña, Mundarain, Méndez-Natera, & Coa, 2021).

Etapa de desarrollo foliar. Los estudios fenológicosen cultivos, de manera general, involucran cuantificaciones de etapas vegetativas y reproductivas (Coa, Silva-Acuña, Méndez, & Mundarain, 2015; Laskowski & Bautista, 2003; Mundarain et al., 2005; Mundarain, Silva-Acuña, & Méndez-Natera, 2018; Silva-Acuña et al., 2021) y de manera similar para el caso de moringa, que es una planta de uso forrajero (Navas, 2019) de mucha importancia en el área de producción animal (Garavito, 2008; Montesinos, 2010);por primera vez, se describe su fenología en etapa de vivero, adoptando los lineamientos de la escala BBCH, capítulo dicotiledóneas (Meier, 2001).

Las pocas publicaciones orientadas a describir la fenología del cultivo de moringa en vivero (BarriosSoto, 2016; Bernabé Limones, 2021; González Luna, 2017; Holguín, García, & Mora-Delgado, 2018; Pinto Ortega, 2016; Ruiz Hernández et al., 2021) han resultado ser investigaciones limitadas, de manera expresa, a la cuantificación del crecimiento aéreo de la plántula (altura, diámetro de tallo y número de hojas) sin detallar, fechar, ni clasificar el conjunto de cambios morfológicos evidentemente involucrados. Por su parte, algunos estudios definen estas cuantificaciones como caracterizaciones morfológicas o de comportamiento de la moringa, sin ahondar de alguna manera en detalles fenológicos específicos.

Tasas de crecimiento en vivero

El rápido desarrollo es una particularidad reconocida de la moringa, citada por muchas revisiones(Martín et al.,2013; Olson & Alvarado-Cárdenas, 2016; Olson & Fahey, 2011; Pérez et al., 2010);sin embargo, entre tantos aspectos pendientes por investigar en el cultivo tampoco está claro en que magnitud ocurre esta rapidez de crecimiento y susmodelos de ajusteen el tiempo(Padilla, Valenciaga, Crespo, González, & Rodríguez, 2017).

Medina, García, Clavero e Iglesias (2007) en condiciones de Venezuela describieron para plántulas de moringa un crecimiento progresivo en longitud y diámetro del tallo, durante las primeras siete semanas (49 días)de cultivo en vivero, sin especificar ajustes de regresión y tasas de crecimiento. Por su parte, GonzálezRivas (2014) calculó tasas de crecimiento solo en función de la altura y obtuvo valores entre 6,75y 5,04 cm/día, en las variedades Acriollada y PKM1, respectivamente. Por otro lado, Valdés-Rodríguez, Muñoz-Gamboa, Pérez-Vázquez y Martínez-Pacheco (2014) consideran que el crecimiento de la plántula de moringa es de tipologístico.

Planificación del cultivo en el estado Monagas

El conocimiento de las fenofases de esta especie durante la fase de vivero es de fundamental importancia, básicamente para establecer un plan de manejo del cultivo. Para las condiciones climáticas del estado Monagas, particularmente para el municipio Santa Bárbara, que representa una de las áreas con potencial para la cría y ceba del ganado vacuno y análogamente en ellas, podrían ser establecidos bancos de proteína con moringa. En la figura 8se puede visualizarel balance hídrico de la Estación Experimental Santa Bárbara del Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas (Sanabria et al., 2006).

Para la localidad de Santa Bárbara, las precipitaciones pluviométricas son del orden de 1092,3 mm con picos de máxima en los meses de junio, julio y agosto. Se observa (figura 8) que aunque existen lluvias durante todo el año es a partir del mes de julio cuando se detecta disponibilidad hídrica en el suelo, aunque a partir de junio se registran picos de precipitaciones pluviométricas; por tanto, ante la distribución de la humedad en el suelo existen condiciones apropiadas para la siembra en campo de la moringa.

De acuerdo con los resultados obtenidos en esta investigación sobre la fenología del cultivo de la moringa y considerando que se requieren 46 días para la producción de las plántulas durante la etapa de vivero, donde están involucradas labores iniciales, como la preparación y obtención del sustrato, el respectivo tamizado y el colmado de los envases plásticos ‒labores que deben ser realizadas con el suelo seco‒las anteriores labores deben ser cumplidas desde el inicio de abril en función del volumen de plantas a producir y a partir de la tercera semana de ese mes las semillas deben estar soterradas en el sustrato contenido en los envases plásticos. La siembra en campo durante el mes de junio cuando hay precipitaciones pluviométricas garantizaría con mayor probabilidad menores pérdidas de plantas durante el establecimiento del cultivo

CONCLUSIONES

En la etapa de germinación en moringa se identificaron seis fenofases: 1-Fase 00: Semilla seca; 2 y 3-Fases 05 y 06: Emisión de radícula y formación de pelos radiculares, 4-Fase 07: Formación del hipocótilo,y 5 y 6-Fases 08 y 09: Crecimiento y emergencia del hipocótilo,que acontecen en los primeros seis dds.

La etapa de desarrollo de hojas en plántulas de moringa involucró ocho fenofases: 1-Fase 10: Apertura inicial y total de hojas cotiledonares,y2, 3, 4, 5, 6, 7 y 8-Fases11, 12, 13, 14, 15, 16 y 17: Desarrollo del primer, segundo, tercer, cuarto, quinto, sexto y séptimopar de hojas verdaderas, a los 10, 13, 18, 23, 31, 35 y 39 dds, respectivamente.

A nivel de vivero las fenofases descritasson de fundamental importancia para establecer un adecuado plan de manejoagronómico del cultivo.

REFERENCIAS

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Notas de autor

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